Champis.net

Bonjour,
Ce n'est pas à moi que tu poses la question, mais je cherche pour comprendre...
J'avais donné la hauteur, qui en exclut quelques-uns... (> 12cm)
Le chapeau non visqueux en élimine d'autres.
Il me semble rester acuminatus, dont le chapeau ne devrait pas déborder des lames.
Et antillarum qui est décrit avec chapeau blanc.
Bon, ce sont de pures remarques théoriques puisées seulement dans le GEPR et basées sur aucune connaissances de terrain...

Perso, j'aurais dit moi aussi sphinctrinus (et ses synonymes)... Taille, couleur, aspect me paraissent coller, sous réserve que la micro ne vienne pas tout foutre en l'air.

castor74 a écrit :

Perso, j'aurais dit moi aussi sphinctrinus (et ses synonymes)... Taille, couleur, aspect me paraissent coller, sous réserve que la micro ne vienne pas tout foutre en l'air.

Alléluia, il n'y aura pas de micro sur celui-là...

castor74 a écrit :

Perso, j'aurais dit moi aussi sphinctrinus (et ses synonymes)... Taille, couleur, aspect me paraissent coller, sous réserve que la micro ne vienne pas tout foutre en l'air.

Pareil. Taille, couleur, ainsi que le biotope de prairie "fumée". Le mamelon avec cette couleur bien particulière qui contraste avec le reste du chapeau, « le voile partiel qui demeure à la marge, selon une frange débordante, crénelée, membraneuse, blanche et fugace (R.Heim) ». Cela conduisait tout droit à papilionaceus (aka sphrinctrinus) tel qu'il est presenté dans le GEPR.

Comme Kairos, l’aspect du mamelon m’a conduit vers campanulatus.

Kairos a écrit :

Pour NCBI qui fait le séquençage ARN, les deux espèces co-existent dans la base de données....mais les séquences semblent identiques.

Juste histoire d'embrouiller un peu plus le débat sur la synonymie de papilionaceus et de sphrinctrinus

Je viens de lancer un BLAST sur la base de donnée NCBI à en faisant un copié/collé de la séquence 5.8S de P. sphrinctrinus trouvée sur la base de données de RNA Central (base de données européenne). Résultat: 100% de concordance avec Panaeolus papilionaceus.

J'ai ensuite lancé un autre BLAST sur la même base de données, mais cette fois-ci pour la séquence 18S (Panaeolus sphinctrinus partial 18S ribosomal RNA).
Résultat: 58% de concordance avec Panaeolus papilionaceus. (sachant qu'il faut au minimum 97% de concordance pour qu'on considère qu'il s'agit de la même espèce)

Je pense que certains auteurs sont allé peut-être un peu vite en besogne en synonymisant ces deux espèces....ou certains autres sont allé encore plus vite en pensant que la génétique allait mettre de l'ordre dans la taxonomie: on estime à 25% le pourcentage d'erreurs dans la base de données NCBI (la plus complète au monde).

Et on nous présente la biomol comme le nouveau graal...

castor74 a écrit :

Et on nous présente la biomol comme le nouveau graal...

Question fiabilité, il y a encore un peu de travail: la plupart des erreurs dans le base de données sont une mauvaises identifications des échantillons au départ, du genre "tiens, Bob, fais moi un séquençage de cette Macrolepiota procera" parce que c'est ce qui était indiqué sur le bordereau d'expédition, alors qu'en réalité, c'était peut-être un Chlorophyllum cf brunneum

C'est pas l'outil lui-même qui est en cause, les problèmes existent en amont. Mais ça reste quand même un formidable outil d'identification.

La première séquence que j'ai testée (Panaeolus sphinctrinus 5.8S ribosomal RNA) donne comme résultats possibles: Cortinarius prasinus, Panaeolus sphrinctrinus, Panaeolus papilionaceus et Granulobasidium vellereum.

La deuxième séquence, elle, trouve des correspondances (100%) chez Boeremia exigua, Pseudephebe pubescens (un lichen) et Panaeolus sphrinctrinus.

C'est dire que la connaissance des caractères macro et microscopiques est encore bien utile

Euh, s’il y a une erreur d’échantillon au départ, ça devrait se voir tout de suite au séquençage, non? Je ne comprends pas tout, là... Je vais conserver mon microscope précieusement...

castor74 a écrit :

Euh, s’il y a une erreur d’échantillon au départ, ça devrait se voir tout de suite au séquençage, non? Je ne comprends pas tout, là... Je vais conserver mon microscope précieusement...

Comment ? L'identification se fait par comparaison (BLAST) avec ce qui existe déjà dans la base de données. Au départ, quand il s'agit d'une espèce qui n'existe pas déjà dans la base, tu n'as aucun point de comparaison.

Ah... C’est une vraie source d’erreurs...!

castor74 a écrit :

Ah... C’est une vraie source d’erreurs...!

La base de données va s'améliorer avec le temps, avec la multiplication des échantillons "fiables", mais c'est sûr qu'utilisé à l'aveugle, ça peut donner de grosses bourdes. Toujours important de recouper les informations avec d'autres sources (mais c'est le cas pour tous les outils non ?).

Pour faire simple, la carte d'identité d'une espèce, c'est 650 bases (ACGT) dont la séquence a été établie à partir de multiples échantillons. Pour les champignons, on s'appuie sur l'ARN ribosomique, et plus précisément sur l'ITS (la partie non-codante de l'ARN, un peu comme les STOP des télégrammes). Sur un brin d'ARN, il peut y avoir plusieurs ITS, et pas tous de la même longueur. C'est en mettant bout à bout tous ces ITS qu'on établit cette carte d'identité.

Par la suite, quand on veut tester un échantillon, on va séquencer les ITS d'un brin d'ARN et on va les comparer (BLAST) avec la carte d'identité de l'espèce. La séquence donnée par un ITS peut faire 150 bases, 200 bases ou parfois beaucoup moins. Si on trouve une correspondance d'au moins 97% de cette séquence dans la carte d'identité, on considère qu'il y a de grandes chances que l'échantillon testé appartienne à cette espèce. Mais comme on teste en général qu'une séquence limitée, on peut retrouver une séquence identique AGTCCGCCAT etc... dans plusieurs espèces (comme on peut retrouver une phrase du genre "il était une fois" dans plusieurs contes). C'est pour ça qu'il est important de connaître les limites de l'outil.

Merci pour toutes ces précisions... Ça laisse un goût bizarre quand même. Et les 3% restants ? Et si les marqueurs utilisés aujourd’hui ne suffisaient pas ou n’étaient pas les bons? J’ai de plus en plus l’impression qu’on va beaucoup, mais beaucoup trop vite...

castor74 a écrit :

Et les 3% restants ?

Les 3% restants, c'est considéré comme étant de la variabilité intraspécifique (qui peut être beaucoup plus grande en réalité pour l'ITS).

Variabilité intraspécifique... Voilà qui ramène à un autre débat enflammé ! Ça peut aller jusqu’à combien de %, cette variabilité ?
(Si on pollue le sujet, ce serait bien d’en ouvrir un autre...)