[Bouchara]

Bonjour à tous
Ayant trouvé ce matin une Stropharia coronilla, j'ai souhaité vérifier que je repérais bien les chrysocystides sur cette espèce. Or impossible de les mettre en évidence.
Essayé avec observation directe d'un fragment de lame dilacéré dans l'ammoniaque. Puis un fragment dans du bleu coton, ce qui colorait les basides en bleu (fallait il rincer avant obs?).
Savez vous si les chrysocystides sont difficiles à repérer ou rares chez cette espèce ? Y a t il un site de la lame où elles sont plus faciles à repérer ?
Merci de votre aide
TB

[Pascal35]

Jamais mis cette espèce sous un micro mais "Champignons de Suisse" dit cystides à structure de chryocystides aussi bien sur l'arête (cheylos) que sur la face des lames (pleuros).
En première intention, le rouge congo ammoniacal est très bien puis qu'il fait d'une pierre 3 coups : il regonfle les cellules des exsciccata, il colore la paroi des cellules, et enfin l'ammoniaque qu'il contient fait ressortir le jaune des chrysocystides.
Si on rince, c'est plus joli mais sinon on voit quand même le jaune du contenu des chrysos.
Dans un premier temps, dans le rouge congo ammoniacal, les chrysos apparaissent comme des tâches assez grosses, plus ou moins difformes, plus lumineuses et plus jaunes que le reste.
Tu n'as pas de possibilité de faire une photo de ce que tu vois ?
J'essaierai de faire une photo quand je serai de retour à la maison, n'hésite pas à me le rappeler.

Et je pense à un truc : ton ammoniaque est récent ?

[Bouchara]

Bonsoir Pascal
Merci de ta réponse. Oui, ammoniaque très récent. Non, pas de possibilité de photo. Je vois basides, cystides surtout clavées ou peu différenciées et spores.
Faut il laisser le fragment tremper un certain temps dans le rouge congo ammoniacal avant l'observation ?
Merci de ta photo
TB

[Fouad]

Salut Thomas,
Laisser trop longtemps la préparation dans une solution ammoniacale n'ai pas une bonne solution, à mon avis. Je pense que 5 à 10 mn suffisent et selon l'état de l'échantillon : frais ou exsiccata.
Rincer, c'est quand même mieux. Notre président, pas Mr Macron, Dominique Schott, m'avait soufflé une bonne astuce : Tu aspires un maximum de RCA au sopalin, puis tu rinces, tu aspires, tu rinces encore, tu aspires encore, et enfin tu mets ta goutte d'eau et tu observes !

[Bouchara]

Salut Fouad
Je l'avais laissée 2 mn, c'est un échantillon frais. Merci pour la technique, je vais essayer de l'appliquer.

[Bouchara]

Et à quel moment effectues tu la dilacération avec cette technique ?
Merci,

Salut Thomas,
Laisser trop longtemps la préparation dans une solution ammoniacale n'ai pas une bonne solution, à mon avis. Je pense que 5 à 10 mn suffisent et selon l'état de l'échantillon : frais ou exsiccata.
Rincer, c'est quand même mieux. Notre président, pas Mr Macron, Dominique Schott, m'avait soufflé une bonne astuce : Tu aspires un maximum de RCA au sopalin, puis tu rinces, tu aspires, tu rinces encore, tu aspires encore, et enfin tu mets ta goutte d'eau et tu observes !

[Fouad]

Je le fais au rinçage, avec une pince ou une aiguille. Mais bon, tu as là les conseils de celui qui va au CP de la micro !

[Pascal35]

Voilà

C'est un bout de lame, juste posé à plat dans le RCA (rouge congo ammoniacal). Cette image a été prise à l'objectif x40 (jamais compris pourquoi tout le monde dit x400 alors que l'image n'a pas été prise à travers les oculaires).

En zoomant sur l'image, tu pourras voir un pavage de ronds, ce sont les basides vues "d'en haut". Certaines sont cachées par un groupe de 4 spores (par exemple juste au-dessus du C de chrysocystides). Et par ci par là, tu as des tâches + jaunes. Ce sont les inclusions de chrysos C'est pas ce qu'on voit dans les bouquins magnifiquement illustrés mais c'est ce qu'on voit dans la vraie vie.
Ensuite si tu dissocies en tapant un peu avec une allumette (en tenant deux coins de ton couvre-objet avec deux doigts pour que ça n'écrase pas tout en glissant), tu vas isoler des cellules (comme sur la gauche de mon image).

SI tu ne vois pas tes cellules au x40, c'est que c'est trop épais, ne passe pas au x100 car tu n'en verra pas plus. Une grosse tache au x40, ça devient une très grosse tache au x100. Et à cause de l'huile tu ne peux pas revenir au x40.
Observe le plus possible au x40. Cherche sur les bords de la préparation car c'est plus fin sur les bords. Quand tu as vu ce que tu pouvais voir, retire ta préparation, tape lui un peu sur la tête et regarde à nouveau. Et ainsi de suite.

Ne te tracasse pas avec le temps de trempage, quelques dizaines de secondes suffisent (sauf si c'est un exsci et même dans ce cas pour un bout de lame de basidio ce n'est pas la peine d'enquiller des minutes).

[Pascal35]

Rincer, c'est quand même mieux.

C'est clair !

Notre président, pas Mr Macron, Dominique Schott, m'avait soufflé une bonne astuce : Tu aspires un maximum de RCA au sopalin, puis tu rinces, tu aspires, tu rinces encore, tu aspires encore, et enfin tu mets ta goutte d'eau et tu observes !

Faut une vue et des mains de chirurgien pour faire ça. A tous les coups j'aspire mon bout de champignon avec le sopalin.
Je pose une goutte d'eau à côté. Je déplace le champi avec l'aiguille pour l'amener dans la goutte. J'essuie le rouge avec du sopalin. Je remet une goutte d'eau à coté, j'y ramène le champi .... Quand l'eau est propre, c'est fini.
Dans tous les cas, il faut toujours mettre la goutte à côté. Sinon, on aspire des trucs et rapidement ton flacon contient une collection de spores de tous types.

Si tu as besoin de dilacérer, Thomas, c'est peut-être parce que ton morceau de champignon est trop gros. Il faut mettre une miette de miette.

[Pascal35]

Voici l'extrait du bouquin suisse pour Str. coronilla.

BH_St_coronilla.JPG (62.74 Kio) Vu 5091 fois

[Bouchara]

Merci Pascal pour les images et les conseils. Et merci Fouad mieux vaut une réponse de CP que pas de réponse !
Non, Pascal ce qui est sur, c'est que mon morceau n'est pas trop gros (il faisait moins d'1 mm sur 1 mm) et j'ai dilacéré car je souhaitais observer les chryso comme sur tes photos de gauche (je les avais vues ainsi dans le temps) : il est peut être trop petit par contre, je vais essayer de prendre plus grand et d'observer la lame comme tu le fais à droite, dans le RCA, parce que pour le reste j'avais procédé comme tu l'indiques
Merci encore

Rincer, c'est quand même mieux.

C'est clair !

Notre président, pas Mr Macron, Dominique Schott, m'avait soufflé une bonne astuce : Tu aspires un maximum de RCA au sopalin, puis tu rinces, tu aspires, tu rinces encore, tu aspires encore, et enfin tu mets ta goutte d'eau et tu observes !

Faut une vue et des mains de chirurgien pour faire ça. A tous les coups j'aspire mon bout de champignon avec le sopalin.
Je pose une goutte d'eau à côté. Je déplace le champi avec l'aiguille pour l'amener dans la goutte. J'essuie le rouge avec du sopalin. Je remet une goutte d'eau à coté, j'y ramène le champi .... Quand l'eau est propre, c'est fini.
Dans tous les cas, il faut toujours mettre la goutte à côté. Sinon, on aspire des trucs et rapidement ton flacon contient une collection de spores de tous types.

Si tu as besoin de dilacérer, Thomas, c'est peut-être parce que ton morceau de champignon est trop gros. Il faut mettre une miette de miette.

[Bouchara]

Bonsoir Pascal et Fouad
Ayant trouvé ce matin un autre exemplaire de S. coronilla, plus mature, j'ai refait la manipulation ce jour. Cette fois ci j'ai trouvé les chrysocystides sans problème, pas nombreuses mais régulières.
Du coup, j'ai reessayé la manipulation sur le jeune exemplaire que j'avais gardé au frigo, en prenant un morceau de lame de plusieurs mm....et là j'en ai trouvé 3 seulement et encore je ne suis pas sur que ça en soit, pas réussi à les isoler... (contre une 50aine sur le nouvel exemplaire)
J'en déduis qu'il y a peut être beaucoup moins de chrysocystides chez les exemplaires très jeunes, je ne vois pas trop d'autres hypothèses ?

En tout cas merci pour les conseils !!
TB

[Pascal35]

J'en déduis qu'il y a peut être beaucoup moins de chrysocystides chez les exemplaires très jeunes,

Intéressant. Le reste de l’hyménium était-il formé ? Y avait-il des basides formées en quantité ?