Bonjour.
Merci pour vos conseils.
En effet, le Mezler est plus indiqué que le lugol, dans certains bouquins j'avais lu "réaction à l'iode" pour certains ascos, vieux réflexe, j'ai pensé lugol.
J'ai trouvé comment empêcher l'ouverture rapide des asques dans l'observation vitale.
J'ai lu que pour observer les pigments de certains tissus, on peut dissocier dans une solution aqueuse de NaCl à 30%.
Inspiré par cette technique, j'ai simplement dissout quelques grains de sel de cuisine dans la goutte d'eau distillée avant la dissociation.
La préparation est beaucoup plus immobile, les asques sont mieux conservées et pas trop déformées. (mais cela doit dépendre de la concentration)
Pour les spores cela ne change pas grand chose, il me semble qu'elles sont moins sensibles aux phénomènes de d'osmose (sans doute grace à des parois-membranes plus épaisses). J'ai d'abord pensé qu'elles n'avaient pas de vacuole, pas moyen de trouver des détails sur l'anatomie d'une spore et le détail de ses organites.
C'était donc probablement un problème d'osmose qui causait l'ouverture des asques. Peut-être me suffisait-il de remplacer l'eau distillée par de l'eau minéralisée.
Le rouge congo 'ammoniacal est en effet agressif, je lui préfère le rouge congo SDS.
Ici j'avais choisi l'ammoniacal car mes champignons étaient de consistance dure, j'avais supposé le plus mordant meilleur dans ce cas.
La prochaine fois pour la coloration de champignons de ce type, je tenterai ramolisseur GDS de Clémençon, ensuite rouge congo SDS.